Влияние количества жира в рационе на активность ферментов метаболизма ксенобиотиков и антиоксидантной защиты у крыс

, ,

ВЛИЯНИЕ КОЛИЧЕСТВА ЖИРА В РАЦИОНЕ НА АКТИВНОСТЬ ФЕРМЕНТОВ МЕТАБОЛИЗМА КСЕНОБИОТИКОВ И АНТИОКСИДАНТНОЙ ЗАЩИТЫ У КРЫС

НИИ питания РАМН, Москва

Institute of Nutrition of Russian Academy of Medical Sciences, Moscow

       В настоящее время можно считать доказанным, что одной из важных функций липидов является их участие в регуляции  рецептор-опосредованных сигнальных путей и экспрессии генов в различных тканях. Идентифицированы регулируемые жирными кислотами и их метаболитами транскрипционные факторы такие как  PPAR (рецептор активации пролиферации пероксисом) и  HNR 4б  (гепатоцитарный ядерный рецептор 4б), являющиеся главными регуляторами энергетического гомеостаза и метаболизма липидов.  В ряде исследований обнаружено, что  ПНЖК  через PPARб  и HNR 4б могут участвовать так же и в регуляции активности ферментов метаболизма ксенобиотиков (ФМК) [8, 19. 28]. Показано, что  PPARб  может напрямую связыватся с PPAR - респонсивным элементом (PPRE) гена-мишени, или  действовать опосредовано, активируя другие транскрипционные факторы, контролирующие экспрессию ФМК [26, 28]. Как in vitro, так и в экспериментах на животных показано, что агонисты PPARб  существенно усиливают экспрессию транскрипционных факторов CAR и PXR и контролируемых ими  цитохромов Р-450 – CYP2B1 и CYP 3A [29, 30]. К регулируемым PPARб генам относятся  и гены ряда изоформ ФМК II фазы - UDP-глюкуронозилтрансферазы (UGT) и сульфотрансферазы [8,24].  Данные, полученные преимущественно in vitro, свидетельствуют о том, что HNR 4б  может являться позитивным регулятором экспрессии отдельных изоформ цитохрома Р-450, сульфотрансфераз и UGT [17, 19].

Особого внимания заслуживают единичные  сообщения о возможном участии PPARб  и PPARг в регуляции экспрессии генов ферментов антиоксидантной защиты клетки ( глутатионтрансферазы и гемоксигеназы-1) не только напрямую, но и через транскрипционный фактор Nrf2 [24, 27 ], который регулирует экспрессию большинства  антиоксидантных ферментов ( глутатионпероксидазы, глутатионредуктазы, г-глутамилцистеинсинтетазы, супероксиддисмутазаы,  хинонредуктазы, гемоксигеназы-1)  и многих ФМК II фазы.

Следует отметить, что,  несмотря на определенный прогресс в изучении механизмов участия липидов в регуляции активности ФМК и антиоксидантных ферментов,  имеющийся фактический материал о связи между активностью этих ферментов и количеством жира в рационе нельзя назвать достаточным.

Целью настоящей работы явилось изучение влияния количества жира в рационе крыс на активность ФМК  I и II фазы и антиоксидантных ферментов, имеющих общие  пути регуляции.

Материал и методы

       Исследования проводили на 4 группах крыс-самцов Вистар (по 8 животных в каждой) содержавшихся на полусинтетических рационах (таблица 1.). Крысы 1-й группы получали безжировой (б/ж) рацион, содержание липидов в котором (1%  по весу, 3% по калорийности) обеспечивалось за счет липидов казеина, крахмала и смеси жирорастворимых витаминов. Рацион крыс 2-й группы  содержал 5% жира  по весу (14% - по калорийности), рацион 3-й группы включал стандартное1 количество жира – 10% по весу (26% - по калорийности) и высокожировой рацион 4-й группы содержал 30% жира по весу (56% - по калорийности). Корм крысы получали в режиме свободного доступа  в количестве 25-30 г на крысу, что соответствовало 15 г сухой смеси. Длительность эксперимента составила 4 недели. Наблюдение за состоянием животных и поедаемостью корма проводили ежедневно, определение массы тела - еженедельно.

       В микросомах, выделенных из печени,  определяли активность ферментов I  фазы метаболизма ксенобиотиков – этоксирезоруфиндеалкилазную  (ЭРОД) активность CYP1A1,  метоксирезоруфиндеалкилазную (МРОД) активность  CYP1A2, пентоксирезоруфиндеалкилазную (ПРОД) активность - CYP2B1/2  и 6в-тестостеронгидроксилазную (6в-ТГ) активность CYP3A [10, 22]. Кроме того, определяли активность ключевых ферментов II фазы:  в микросомах  - UDP-глюкуронозилтрансферазы  с п-нитрофенилом в качестве субстрата-маркера  UGT1А6 [9], в цитозоле – общую активность глутатионтрансферазы с субстратом 1-хлор-2,4-динитробензолом [18].

       Для оценки антиоксидантного статуса крыс  в плазме крови  определяли общую антиоксидантную активность (АОА) с использованием тест-системы FRAP [5] активность параоксоназы-1 [4] и содержание МДА [21], а в печени – активность каталазы [2], глутатионпероксидазы [12], глутатионредуктазы [12], параоксоназы-1, гемоксигеназы-1 [20] и АОА фракции цитозоля.        Для изучения влияния уровня жира в рационе на резистентность микросом к индуцированному NADPH-Fe2+  ПОЛ использовали микросомы, выделенные из печени животных 1-4 групп.

Статистическую обработку результатов проводили методом однофакторного дисперсионного анализа ANOVA с помощью компьютерной программы «Statgraphics». Раз--личия в результатах считались значимыми при Р<0,05.

_____________________________________________

1стандартный полусинтетический рацион, разработанный НИИ питания РАМН 

Результаты и обсуждение

       Результаты, представленные в таблице 2,  свидетельствуют о том, что увеличение массы тела и суточных привесов крыс находится в прямой зависимости от уровня жира в рационе. Так, конечная масса тела животных 2-й, 3-й и 4-й групп достоверно превышала массу тела крыс 1-й группы на 15, 15 и 20% , соответственно, а суточные привесы – на 26, 26 и 35%. При этом не обнаружено каких-либо существенных различий в относительной массе печени  между группами.

       Увеличение доли жира в рационе сопровождалось возрастанием активности изученных ФМК (табл. 3). Активность ЭРОД практически не различалась у крыс 1-й и 2-й группы, была несколько выше у крыс 3-й группы и достигала максимального уровня у крыс 4-й группы. Активность МРОД у животных 2-й, 3-й и 4-й групп превышала активность у крыс на безжировом рационе, соответственно на 17, 65 и 50%, активность ПРОД – на 10, 48 и 50%. Активность 6в-ТГ  не различалась существенно у крыс 2-й и 3-й групп, хотя и превышала активность фермента у животных 1-й группы, и достигала максимального уровня у крыс 4-й группы. Активность ФМК II фазы также находилась в прямой зависимости от количества жира в рационе. По сравнению с крысами, получавшими безжировой рацион (1-я группа), активность UDP-глюкуронозилтрансферазы у крыс 2-й и 3-й групп была выше на 55% и 50% и более чем в два раза – у крыс 4-й группы. Аналогичным образом изменялась и активность глутатионтрансферазы, которая у крыс 2-й, 3-й и 4-й групп была выше на 40, 42 и 86%, соответственно, по сравнению с активностью у крыс 1-й группы.

       При анализе результатов изучения антиоксидантного статуса крыс  обращает на себя внимание отсутствие у животных 4-й группы признаков выраженного окислительного стресса, характерного для длительного содержания крыс на высокожировом рационе. Как видно из  данных, представленных в таблице 4, увеличение содержания жира в рационе до 30% приводило к умеренному, на 23%,  увеличению количества МДА в плазме крови (по сравнению с безжировым рационом) и не влияло на ее АОА. Изменение доли жира в рационе крыс не оказывало какого-либо влияния на активность параоксоназы-1 в плазме крови.

       Не обнаружено различий  в АОА цитозоля печени крыс, получавших рационы с разным содержанием жира, в то время как активность всех изученных антиоксидантных ферментов возрастала с увеличением количества жира в рационе (табл. 5). Так, относительно активности у крыс 1-й группы, активность каталазы была на 31, 48 и 31% выше у крыс 2-й, 3-й и 4-й групп, соответственно, активность глутатионпероксидазы – на 29, 26 и 42%, активность глутатионредуктазы – на 21, 26 и 26%,  параоксоназы-1 – на 40, 42 и 86%. Активность гемоксигеназы-1 у животных 3-й и 4-й групп достоверно превышала активность у крыс 1-й и 2-й групп.

       Результаты определения скорости NADPH-Fe2+ - индуцированного  ПОЛ микросом, выделенных из печени крыс, показали  достоверное увеличение чувствительности мембран микросом к ПОЛ с увеличением количества жира в рационе  и составили для  группы 1-4, соответственно, 0,80, 2,57, 3,49 и 4,56 нмоль МДА/мг белка.

       Таким образом, проведенные исследования показали наличие прямой зависимости между уровнем активности ФМК  печени крыс и количеством жира в их рационе. В большинстве литературных данных представлены результаты сравнения влияния на ФМК высокожировых и безжировых рационов и уже в ранних исследованиях  отмечали усиление метаболизма различных субстратов цитохромов Р-450 при высоком содержании жира в рационе. Последующие исследования показали, что  содержание крыс на рационах с повышенным количеством жира приводит к возрастанию активности и усилению экспрессии мРНК и/или белка разных изоформ цитохрома Р-450, в том числе  – CYP1A1, CYP1A2, CYP2B1, CYP3A, а также и  глутатионтрансферазы  и UDP-глюкуронозилтрансферазы [1, 14, 15], что подтверждают и полученные нами результаты (табл. 3). Эти данные заслуживают особого внимания, что связано с функциональными особенностями этих изоформ цитохрома Р-450. Установлено, что семейство CYP3A, на долю которого приходится 30-40% всех изоформ цитохрома Р-450 в печени, отвечает за метаболизм 50-60% лекарственных средств. Основная  функция CYP 1A1 и 1A2 – биотрансформация и детоксикация ксенобиотиков, но в то же время они являются и основными ферментами биоактивации различных канцерогенов.

Первоначально влияние пищевого жира на мембраносвязанные ФМК связывали только с изменением свойств (жидкостности) мембран как следствие изменения в них содержания ПНЖК и изменением доступности субстратов. Так например, показано, что  каталитический центр UGT1A6  изоформы UDP-глюкуронозилтрансферазы расположен на внутренней стороне микросомального пузырька, за липофильным «барьером», и изменение структуры липидного бислоя может увеличить доступ субстрата и косубстрата [25]. Кроме того, определенную роль в изменении активности ФМК может играть и изменение жирнокислотного состава мембранных фосфолипидов, так как фосфолипидное  окружение во многом определяет активность  цитохромов Р-450  и кинетические свойства и аллостерическую регуляцию UDP-глюкуронозилтрансферазы [3, 6, 25]. Обнаруженное в наших исследованиях увеличение чувствительности мембран микросом печени крыс  к индуцированному  ПОЛ при  увеличении количества жира в рацион, косвенно свидетельствует об изменении структуры микросомальных мембран и возрастании в них субстрата ПОЛ – ПНЖК.

Следует отметить, что и витамин Е, количество которого в использованных нами рационах возрастало с увеличением содержания в них подсолнечного масла, способен существенно изменять жирнокислотный профиль отдельных фосфолипидов [6].  Заслуживают внимания данные о способности б-токоферола стимулировать в культуре клеток HepG2 экспрессию CYP3A4, у мышей -  Cyp3a11 (гомолог CYP3A4 у человека и CYP3A1- у крысы) и глутатионтрансферазы, у крысы – CYP3A и CYP2B [7].

В то же время в последние годы получены доказательства возможности прямого участия ПНЖК и их метаболитов через транскрипционные факторы PPAR и  HNF4б  в регуляции экспрессии генов ряда ФМК. PPAR-респонсивный элемент (PPRE) обнаружен в промоторе генов CYP1A1, ряда изоформ  UDP-глюкуронозилтрансферазы, в том числе UGT1A6 [28]. Сайты связывания  HNF4б  обнаружены в промоторе гена CYP3A4 [17]. Кроме того, факторы PPAR и  HNF4б  способны активировать другие транскрипционные факторы – CAR и PXR, и усиливать экспрессию CAR-зависимых генов CYP3A, CYP2B, отдельных изоформ UDP-глюкуронозилтрансферазы [29]. 

Обобщая вышеизложенное, можно заключить что пищевой жир может осуществлять свое влияние на активность ФМК как за счет изменения состава и свойств мембран и увеличения доступа субстратов, так и за счет активации транскрипционных факторов PPAR и  HNF4б, участвующих в регуляции экспрессии ФМК.

Характерным  для длительного потребления высокожировых рационов является развитие окислительного стресса в результате усиления образования АФК в процессе митохондриального и пероксисомального окисления жирных кислот, активации NADPH-окидазы  и усиления ПОЛ за счет увеличения биодоступности ПНЖК [16, 23]. Согласно имеющимся литературным данным, у животных с ожирением или длительно получавших выокожировой рацион резко усиливаются признаки окислительного стресса – многократно возрастает содержание МДА и продуктов окисления белка в плазме крови и внутренних органов, снижается активность ферментов антиоксидантной защиты [23, 31]. В наших исследованиях активность антиоксидантных ферментов в печени крыс возрастала с увеличением содержания жира в рационе (табл. 5)  и при этом не наблюдались выраженные признаки  окислительного стресса. Это позволяет предположить, что возрастание активности ферментов является адаптивным, индуцированным умеренным усилением образования АФК. В пользу этого предположения говорит незначительное увеличение уровня МДА в плазме крови и отсутствие изменения ее параоксоназной активности (табл. 4), а также отсутствие изменений  интегральных показателей антиоксидантного статуса - АОА плазмы крови и печени.

Особое внимание привлекает к себе параоксоназа-1, фермент, который интенсивно изучается в последние годы как один из ключевых ферментов антиатерогенного действия [13] . Основная функция параоксоназы-1 – антиоксидантная защита. Она разрушает окисленные эфиры холестерина и окисленные фосфолипиды в составе липопротеинов и клеточных мембран. Параоксоназа-1 синтезируется в печени, где выявляется во фракции микросом, и циркулирует в кровотоке в связанном с ЛПВП виде. В связи с этим, можно предположить, что отсутствие корреляции  между активностью параоксоназы в плазме крови и в печени ( табл. 4 и 5) связано с нарушением синтеза и секреции  ЛПВП при увеличении жира в рационе [11].

В заключение следует отметить, что модулирующее действие состава рациона на активность ФМК может существенно влиять на токсичность чужеродных веществ, на фармакокинетику и распределение в организме лекарственных средств, а так же на эффективность различных биологически активных веществ – компонентов функциональных пищевых продуктов и БАД к пище. 

Литература

1.  , // Укр. биохим. ж. – 2008. -  № 1. – С.73-82.

2.  Aebi H.  // Methods Enzymol. – 1984. – Vol.105. – P. 121-126.

3.  Archakov A. I., Bachmanova G. I.  Cytochrome P-450 and active oxygen. L., 1990.

4.  Beltowski J., Jamroz-Wisniewska A.,Borkowska E., Wojcicka G. // Pharmacol. Res.- 2005. – 

  Vol.51. – P.523-532.

5.  Benzie I. F.F., Strain J. J. // Anal. Biochem. – 1996. – Vol. 239. – P. 70-76.

6.  Brand A., Bauer N. G., Hallott A. et al. // J. Neurochem. – 2010. – Vol.113. – P.465-476.

7.  Brigelius-Flohй R. // Genes Nutr. – 2007. – Vol. 2. – P.249-256.

8.  Buckley D. B., Klaassen C. D. // Drug Metab. Dispos. – 2009. – Vol.37. – P.847-856.

9.  Burchell B., Weatherill P. //  Methods Enzymol., 1981. – Vol.77. – P. 169-177.

10. Burke M. D., Mayer R. T. // Chem. Biol. Interact., 1983. – Vol. 45. – Р. 243-258.

11. Burlamaqui I. M., Domelas C. A., Valenзa J. T. et al. – 2011. – Vol.48. – P.153-158.

12. Cai Q., Wei H. // Nutr. Cancer. – 1996. – Vol. 25. – P. 1-7.

13. Camps J., Marsillach J., Joven J. // World J. Gastroenterol. – 2009. – Vol.15. – P.1929- 1933.

14. Chen H. W., Tsai C. W., Yang J. J. et al. // Br. J.Nutr. – 2003. – Vol.89. – P.189-200.

15. Chen H. W., Yang J. J., Tsai C. W. et al. // J. Nutr. – 2001 – Vol.131. – P.1438-1443.

16. Cole M. A., Murray A. J., Cochlin L. E. et al. // Basic Res. Cardiol. – 2011. – Vol.106. –

  P.447-457.

17. Gonzalez F. J. // Drug Metab. Pharmacokinet. – 2008 – Vol.33. – P.2-7.

18. Habig W. H., Pabst M. J.,  Jakoby W. B. // J. Biol. Chem. –  1974. – Vol. 249. – P. 7140-7150.

19. Jover R., Moya M., Gьmez-Lechьn M. J. // Curr. Drug Metab. – 2009 – Vol.10. – P.508-519.

20. McNally S. J., Ross J. A., Garden O. J., Wigmore S. J. // Anal. Biochem. – 2004. – Vol. 332. –

  P.398-400.

21. Mihara M., Uchiyama M. // Anal. Biochem. – 1978. – Vol.86. – P. 271-278.

22. Nakajima M, Nakamura S, Tokudome S. et al. // Drug Metab. Dispos. – 1999. – Vol. 27. – 

  Р.1381-1391.

23. Noeman S. A., Hamooda H. E., Baalash A. A. // Diabet & Metab. Synd. – 2011. –  3:17.

24. Park E. Y., Cho I. J., Kim S. G. // Cancer Res. – 2004. – Vol.64. – P. 3701-3713.

25. Radominska-Pandya A., Czernik P. J., Little J. M. // Drug Metab. Rev. – 1999. –Vol.31. – 

  P.817- 899.

26. Rakhshandehroo M., Knoch B., Mьller M., Kersten S. // PPAR Research 2010, 2010: 612089

27. Reddy R. C., Standiford T. J. // Amer. J.Respir. Crit. Care Med. – 2010. – Vol.182. – P.134-135.

28. Runge-Morris M., Kocarek T. // PPAR Research 2009, 2009: 728941, 14 p.

29. Saito K., Kobayashi K., Mizuno Y. et al. // Drug Metab. Pharmacokinet. – 2010. – Vol.25. –

  P.108-111.

30. Shaban Z., Soliman M., El-Shazly S. et al. // Xenobiotica. – 2005. – Vol.35. – P.51-68.

31. Son  M. J., Rico C. W., Nam S. H., Kang M. Y. // J. Clin. Biochem. Nutr. – 2010. – Vol.46. –

  P.150-156.

       

РЕЗЮМЕ

ВЛИЯНИЕ КОЛИЧЕСТВА ЖИРА В РАЦИОНЕ НА АКТИВНОСТЬ ФЕРМЕНТОВ МЕТАБОЛИЗМА КСЕНОБИОТИКОВ И АНТИОКСИДАНТНОЙ ЗАЩИТЫ У КРЫС

, ,

Крысы-самцы Вистар в течение 4 недель получали полусинтетические рационы с разным содержанием жира – безжировой,  5, 10 или 30% жира (подсолнечное масло + лярд, 1:1). Увеличение доли жира в рационе сопровождалось возрастанием этоксирезоруфиндеалкилазной активности CYP1A1,  метоксирезоруфиндеалкилазной активности  CYP1A2, пентоксирезоруфиндеалкилазной активности CYP2B1/2  и 6в-тестостеронгидроксилазной  активности CYP3A. Активность ключевых ферментов II фазы метаболизма ксенобиотиков - UDP-глюкуронозилтрансферазы  (UGT1А6) и общая активность глутатионтрансферазы, и активность антиоксидантных ферментов печени – каталазы,  глутатионпероксидазы, глутатионредуктазы, параоксоназы-1 и гемоксигеназы-1, так же возрастала с увеличением количества жира в рационах.

Ключевые слова:  низкожировой рацион, высокожировой рацион, ферменты метаболизма ксенобиотиков, антиоксидантные ферменты

EFFECTS OF DIETARY FAT ON THE ACTIVITY OF XENOBIOTIC  METABOLIZING ENZYMES AND ANTIOXIDANT ENZYMES IN RATS

L. V.Kravchenko, I. V.Aksenov, N. V.Trusov, G. V.Guseva, L. I.Avrenyeva

Male Wistar rats received fat-free diet or diets containing 5, 10 and 30% of fat (sunflower + lard, 1:1) for 4 weeks. The direct relationship between fat level in the diet and ethoxyresorufin O - dealkylase activity of CYP1A1, methoxyresorufin O - dealkylase activity of CYP1A2, pentoxyresorufin O-dealkylase activity of CYP2B1 and testosterone 6в-hydroxylase activity of CYP3A was found. Activities of key enzymes of phase II xenobiotic metabolism (total activity of glutathione transferase,  activity of UDP-glucuronosyle transferase) and antioxidant enzymes (catalase, glutathione peroxidase, glutathione reductase, paraoxonase-1 and  heme oxygenase-1) also were elevated with increasing of fat level in diet. 

Key words: low-fat diet, high-fat diet, xenobiotic metabolizing enzymes,  antioxidant enzymes

Таблица 1. Состав рационов (г)

Компонент	Группа животных
1-я группа,	2-я группа,	3-я группа,	4-я группа,
Казеин	21,0	21,0	21,0	21,0
Крахмал кукурузный	71,5	66,5	61,5	41,5
Масло подсолнечное	-	2,5	5,0	15,0
Лярд	-	2,5	5,0	15,0
Метионин	0,3	0,3	0,3	0,3
Целлюлоза микрокристаллическая	2,0	2,0	2,0	2,0
Солевая смесь1	4,0	4,0	4,0	4,0
Смесь водорастворимых витаминов2	1,0	1,0	1,0	1,0
Смесь жирорастворимых витаминов3	0,2	0,2	0,2	0,2
Итого	100,0	100,0	100,0	100,0
Калорийность, ккал	322,3	347,7	380,0	495,7

1) Солевая смесь (г/кг смеси): кальция фосфат двухосновной – 558,00; натрия хлорид – 74,00; калия цитрат моногидрат – 220,00; калия сульфат – 52,00; магния оксид – 24,00; марганца карбонат - 3,50; железа цитрат – 6,00; цинка карбонат - 1,60; меди карбонат - 0,30; калия йодат - 0,01; натрия селенит - 0,01; хром калиевый сульфат - 0,55; сахароза - до 1000 г.

2) Смесь водорастворимых витаминов (г/кг смеси): тиамин (B1) - 0,50; рибофлавин (B2) - 0,50; пиридоксин (B6) - 0,50; никотиновая кислота - 2,00; кальция пантотенат - 2,00; фолиевая кислота - 0,20; цианкобаламин (B12) - 0,0015; менадион - 0,10; D-биотин - 0,01; сахароза - до 1000 г.

3) Смесь жирорастворимых витаминов (на 1 мл смеси): ретинола ацетат (А) – 2000 МЕ; колекальциферол (D3) – 360 МЕ; б-токоферола ацетат (Е) – 20 МЕ; подсолнечное масло – до 1 мл.

Таблица 2. Масса тела и относительная масса печени крыс, получавших рационы с разным содержанием жира

Показатель	Группа животных, содержание жира в рационе, %
1-я группа, б/ж	2-я группа, 5	3-я группа, 10	4-я группа, 30
Масса тела, г исходная конечная  суточные привесы	89±2 218±3а 4,4±0,08a	90±2 251±6b 5,6±0,20b	89±2 251±5b 5,6±0,15b	88±3 262±5b 6,0±0,16b
Относительная масса печени, %	3,55±0,11	3,76±0,09	3,44±0,12	3,75±0,33

Примечание. Здесь и в остальных таблицах данные представлены в виде M ± m; различия между значениями, обозначенными разными буквами (a, b, c), статистически достоверны (р<0,05).

Таблица 3. Активность ферментов метаболизма ксенобиотиков в печени крыс, получавших рационы с разным содержанием жира

Показатель	Группа животных, содержание жира в рационе, %
1-я группа, б/ж	2-я группа, 5	3-я группа, 10	4-я группа, 30
Этоксирезоруфиндеалкилаза (СYР1А1),   пмоль/мин·мг белка	12,40±1,08a	12,98±1,38a	13,69±1,00ac	16,64±1,36c
Метоксирезоруфиндеалкилаза (СYР1А2), пмоль/мин·мг белка	37,79±5,08a	44,16±4,48 ab	62,33±2,99c	56,77±7,39bc
Пентоксирезоруфиндеалкилаза (СYР2В1),   пмоль/мин·мг белка	14,28±0,92a	15,68±0,68a	21,14±1,03c	21,35±0,91c
6в - Тестостеронгидроксилаза (СYР3А),   нмоль/мин·мг белка	0,53±0,08a	0,69±0,10a	0,64±0,03a	0,91±0,07c
UDP-Глюкуронозилтрансфераза   (UGT1A6),   нмоль/мин·мг белка	6,38±0,27a	9,90±0,67b	10,20±1,10b	12,97±1,33c
Глутатионтрансфераза,   мкмоль/мин·мг белка	0,42±0,03a	0,59±0,02b	0,62±0,01b	0,82±0,04c

Таблица 4. Содержание МДА, АОА и активность параоксоназы-1 в плазме крови крыс, получавших рационы с разным содержанием жира.

Показатель	Группа животных, содержание жира в рационе, %
1-я группа, б/ж	2-я группа, 5	3-я группа, 10	4-я группа, 30
МДА, нмоль/мл	3,03±0,09a	3,52±0,30ac	3,50±0,15c	3,74±0,14c
АОА, мМ Fe2+ эквивалентов	0,37±0,03	0,32±0,01	0,33±0,01	0,34±0,01
Параоксоназа-1, мкмоль/мин·мл	86,57±5,12	90,53±4,78	88,22±6,99	87,50±2,90

Примечание: АОА определяли с использованием тест-системы FRAP.

Таблица 5. АОА и активность антиоксидантных ферментов в печени крыс, получавших рационы с разным содержанием жира

Показатель	Группа животных, содержание жира в рационе, %
1-я группа, б/ж	2-я группа, 5	3-я группа, 10	4-я группа, 30
АОА, мМ Fe2+ эквивалентов	11,17±0,93	11,97±0,37	11,42±0,68	10,72±0,53
Каталаза, ммоль/мин·мг белка	0,42±0,03a	0,55±0,03b	0,62±0,03b	0,55±0,02b
Глутатионпероксидаза, мкмоль/мин·мг белка	0,38±0,02a	0,49±0,03b	0,48±0,01b	0,54±0,03b
Глутатионредуктаза, нмоль/мин·мг белка	63,42±2,43a	76,57±2,22b	79,93±1,76b	80,05±1,01b
Параоксоназа-1, мкмоль/мин·мг белка	4,09±0,34a	5,72±0,28b	5,82±0,39b	7,60±0,65c
Гемоксигеназа-1, пмоль/мг белка·мин	7,32±0,50a	6,97±0,58a	10,00±0,93b	9,84±0,93b

Примечание: Активность параоксоназы-1 и гемоксигеназы-1 определяли в микросомах печени, остальные показатели – во фракции цитозоля.