Применение токсикологических методов в изучении механизмов резистентности к инсектицидам у насекомых (стр. 3 )

Известно, что активность ферментов детоксикации у насекомых [54- 56], равно как чувствительность мишеней для инсектицидов [56, 57], зависит от онтогенетических, возрастных и физиологических особенно­стей. Так, байгон в 12 раз более токсичен для личинок третьего возраста чувствительной к карбаматам линии М. domestica, чем для имаго [58]. ЛД50 монокротофеса против гусениц S. littoralis четвертого возраста со­ставляет 1447 мкг/г, а против имаго - 19 мкг/г; при добавлении ингиби­тора активности MM CGA 84708 соответствующие значения составляют 90 и 11 мкг/г. Таким образом, активность микросомальных монооксигеназ является главным фактором устойчивости гусениц S. littoralis к монокротофосу, но оказывает лишь слабое влияние на токсичность инсек­тицида против имаго [59]. В то же время летальные дозы перметрина и фенвалерата, равно как и КСД их смесей с ППБ против гусениц и имаго устойчивой к пиретроидам полевой популяции колорадского жука, раз­личаются очень слабо [53]. В настоящий момент выявление у устойчи­вых популяций вредителей сельского хозяйства стадий онтогенеза, чув­ствительных к химическому контролю, и изучение механизмов устойчи­вости (в том числе и природной) методами токсикологического анализа является одним из перспективных подходов в борьбе с резистентностью [60].

Половые и возрастные особенности насекомых также могут быть причиной вариабельности значений ЛД50, однако изменения в токсично­сти инсектицида в известных случаях [35, 58, 61, 62] не всегда коррели­руют с изменениями в активности ферментов детоксикации. В любом случае для корректного выполнения токсикологического анализа необхо­дима предварительная селекция биоматериала по возрасту и полу.

Для выявления роли проницаемости покровов в развитии резистентности у насекомых существует три способа. Один из них базируется на использовании различных методов нанесения инсектицида - топикального, инъекции и распыления масляного раствора [63]; если при этом ин­сектицид детоксицируется гораздо быстрее, чем приходит через кутику­лу, то значения ЛД50 для топикального нанесения и инъекции разнятся существенно. Так, при инъекции пиретроидных инсектицидов гусеницам природной популяции S. littoralis, устойчивой к ФОС. их токсичность увеличивалась в 2-3 раза в сравнении с топикальным нанесением; эта популяция обнаружила примерно такой же уровень перекрестной резистентности к пиретроидам [64]. Летальные дозы дильдрина и паратиона для М. domestica в обоих этих методах почти не различались, тогда как токсичность карбарила при инъекции увеличилась более чем в 600 раз. Распыление карбарила с маслом также значительно снижает ЛД50 [63].

Приведенные данные ставят под сомнение возможность использова­ния методики топикальиого нанесения раствора в ацетоне карбарила и ингибитора ММ для оценки участия этих ферментов в детоксикации ин­сектицидов, как делают Brattsten и Metcalf [32, 33], Brindley [37] и дру­гие авторы. Ведь если синергист, подобно маслу, способен влиять па про­никновение карбарила через покровы насекомого, интерпретация токси­кологических данных будет весьма затруднительной и вряд ли коррект­ной. Действительно, Sun и Johnson [65] показали, что для карбаматных инсектицидов степень синергизма с сезамексом на комнатной мухе го­раздо выше при топикальном нанесении, нежели при распылении в мас­ле или инъекции. Топикальная токсичность ацетонового раствора SD 8786 (2,3,5-триметилфенил-N-метилкарбамата) значительно увеличи­вается при добавлении керосина, тогда как КСД для этого соединения с сезамексом при добавлении керосина снижается. Тейнит существенно повышает токсичность карбарила и SD 900 (2,4,5-триметилфенил-N-метилкарбамата) против комнатных мух при топикальном нанесении раство­ра в ацетоне, но не дает синергизма при распылении в масле [65]; следо­вательно, тейнит ускоряет проникновение инсектицидов через кутикулу, но не влияет на активность ферментов детоксикации. Эти свойства тейнита позволили Raffa и Priester [66] предложить его для установления роли проницаемости кутикулы в устойчивости насекомых.

На определенную роль проницаемости покровов в возникновении у насекомых устойчивости к инсектицидам может указывать также резистентность к оловоорганическим препаратам, например к ацетату трибутилолова [67].

В ряде случаев причиной резистентности насекомых является мутантная АХЭ - мишень действия фосфорорганических и карбаматных инсектицидов, обладающая пониженной чувствительностью к ингибированию этими соединениями. Активность АХЭ и ее чувствительность к ингибито­рам определяется только биохимическими методами, поэтому в основе тестирования мутантной АХЭ лежит оценка величины I50 и констант ингибирования in vitro. Однако в ряде случаев возможна токсикологиче­ская оценка чувствительности АХЭ к различным инсектицидам. Так, если (при отсутствии заметного вклада в устойчивость метаболизма и прони­цаемости инсектицидов) резистентность насекомых к паратиону преодо­левается фенитротионом, его этильным аналогом или фентионом, пред­полагается, что нечувствительность АХЭ обусловливается изменениями в анионной зоне активного центра фермента [68], если же эта резистент­ность преодолевается метильиым, пропильным и изопропильными анало­гами паратиона, анионная зона не включается в изменение чувствитель­ности АХЭ к паратиону [69].

Наиболее полно механизм резистентности за счет мутантной АХЭ был исследован у зеленой рисовой цикадки Nephotettix cincticeps. При сравнении чувствительной и резистентной к карбаматным инсектицидам популяций Yamamoto с соавт. [21] обнаружили существенную разницу в степени ингибирования АХЭ in vitro карбарилом и его N-пропильным аналогом. 1-Нафтил-N-пропилкарбамат оказался в 50 раз менее актив­ным в ингибировании АХЭ из насекомых чувствительной популяции, од­нако карбарил был в 20 раз менее активным в ингибировании АХЭ насе­комых резистентной популяции [21]. Соответственно карбарил был в 25 раз более токсичен на чувствительной популяции, а его пропильный аналог - в 7 раз более токсичен на резистентной в сравнении с чувстви­тельной к карбарилу популяцией. Таким образом, если устойчивость к карбаматным инсектицидам развивается в основном за счет изменений в активном центре АХЭ, сравнительные данные по токсичности карбарила и его аналогов могут дать ответ о наличии или отсутствии резистентно­сти по такому механизму.

Устойчивость насекомых к ДДТ и синтетическим пиретроидам во мно­гих случаях развивается неметаболическим путем, по так называемым kdr - и cynep-kdr-механизмам, связанным с ослаблением взаимодействия инсектицидов с мембраной нервных клеток [70, 71]. Достаточно надеж­ным указанием на участие этого механизма в развитии устойчивости является наличие перекрестной резистентности насекомых к ДДТ и пи­ретроидам при отсутствии метаболической детоксикации, определяемой применением ингибиторов [72]. Вообще наличие широкого спектра пере­крестной устойчивости к пиретроидам дает основание полагать, что эта устойчивость обеспечена kdr-механизмом. Перекрестная же устойчивость с инсектицидами из других химических классов или с иным механизмом токсического действия указывает на наличие метаболических механиз­мов резистентности или заметный вклад сниженной проницаемости [30].

В простом методе, предложенном Bloomquist и Miller [73], для выяв­ления резистентности насекомых к пиретроидам по kdr-типу использу­ется оценка значений ЭД50 (эффективной дозы пиретроида, вызываю­щей паралич у 50% особей). Однако и этот способ можно использовать лишь в тех случаях, когда резистентность развивается только по kdr-механизму; альтернативные возможности следует исключать, определяя ЭД50 в присутствии ингибиторов ферментов детоксикации.

Известно, что действие пиретроидов на нервную систему насекомых подчиняется отрицательному температурному коэффициенту, поэтому для определения изменения устойчивости нервной системы можно пред­ложить сравнение токсичности пиретроидных инсектицидов при разных температурах. Действительно, токсичность перметрина на резистентной к перметрину расе S. littoralis при 30° и 10° различается в 12 раз, а на чувствительной - всего в 4 раза [12].

Chang и Plapp [71] показали, что хлордимеформ существенно повы­шает связывание ДДТ и синтетических пиретроидов с мембраной нерв­ных клеток златоглазки Chrysopa carnea и совки Н. virescens, к тому же хлордимеформ и его аналоги являются синергистами к этим инсектицидам [74]. Возможно, что в будущем хлордимеформ окажется эффектив­ным средством для диагностики kdr-типа резистентности.

Таким образом, нами представлены способы, с помощью которых можно определить, по какому из механизмов у насекомых развивается резистентность к инсектицидам. При этом применение ингибиторов ак­тивности ферментов детоксикации для выявления механизмов резистент­ности является наиболее важной и сложной частью токсикологического анализа.

Значение выявления механизмов резистентности становится особен­но очевидным в свете того факта, что устойчивость к одному и тому же инсектициду у различных популяций одного вида может развиваться по разным механизмам [75, 76]. Своевременное определение механизма ре­зистентности позволяет предложить эффективные средства преодоления или задержки развития устойчивости вредителя к инсектициду. Так, Forgash [77] показал, что резистентность колорадского жука к фенвалерату определяется повышением оксидативного метаболизма, после чего применение в полевых условиях смеси фенвалерата с ППБ позволило вес­ти контроль численности этого вредителя [1]. Токсикологический ана­лиз резистентной к ДДТ и пиретроидам популяции моли-пестрянки Phyllonorycter blапсаrdells указал, что резистентность развивается неметабо­лическим путем; в результате для эффективной ротации были предложе­ны оксамил и метомил [78]. Анализ причин устойчивости различных ста­дий развития полевой популяции лугового мотылька Loxostege stictlcalis к ФОС и карбаматным инсектицидам позволил выявить наиболее уязви­мую для действия токсических агентов имагинальную стадию.