Оптимизация системы контроля эпизоотического процесса некробактериоза крупного рогатого скота (стр. 3 )

Естественную резистентность организма крупного рогатого скота оценивали по фагоцитарной активности (ФА), лизоцимной активности (ЛА), бактерицидной активности (БА) согласно методическим рекомендациям “Оценка естественной резистентности крупного рогатого скота и овец” ( с соавт., 1989).

Морфологические, протеолитические биохимические, патогенные и гемагглютинирующие свойства культур F. necrophorum изучали согласно методикам , , (“Практикум по ветеринарной микробиологии”, 1989), работе , (“Культивирование микроорганизмов в лабораторных условиях”, 1999).

Опытную экспериментальную инактивированную гидроокисьалюминиевую вакцину (ГОА ИЭВСиДВ) конструировали из штамма Fusobacterium necrophorum ИВ В-845.

Крупный рогатый скот иммунизировали в хозяйствах с разной эпизоотической ситуацией по некробактериозу крупного рогатого скота. По принципу аналогов формировали опытные и контрольные группы животных. Экспериментальную гидроокисьалюминиевую вакцину вводили подкожно в дозе 3 мл, двукратно с интервалом 3 недели, с ревакцинацией через 5 месяцев. Вакцины нековак и инактивированную эмульгированную (ВИЭВ) применяли согласно наставлениям по их применению. Коров контрольной группы не вакцинировали.

Перед началом опыта, а затем каждый месяц от 6–10 модельных животных опытных и контрольной групп исследовали сыворотки крови на наличие антител в реакции агглютинации (РА).

Профилактическую эффективность вакцин определяли ежемесячно по титру антител сыворотки крови, определяемых в реакции агглютинации (РА), а также по заболеваемости животных в опытных и контрольных группах.

Неспецифические мероприятия при оздоровлении от некробактериоза животных проводили в неблагополучных хозяйствах по результатам эпизоотологического обследования, руководствуясь положениями общей эпизоотологии (, , и др. “Эпизоотология и инфекционные болезни сельскохозяйственных животных”, 1984).

В лаборатории института составляли прописи и изготавливали препараты. Апробацию препаратов для лечения некробактериозных поражений конечностей крупного рогатого скота проводили в хозяйствах, неблагополучных по данной болезни. В составе препаратов не были включены лекарственные вещества, негативно влияющие на организм животных и качество животноводческой продукции.

Лечение крупного рогатого скота с инфицированными ранами дистальных отделов конечностей осуществляли следующим образом. Первоначально выполняли туалет раны с удалением гноя и свободнолежащих нежизнеспособных тканей с применением 0,25%-го раствора перманганата калия. По возможности иссекали все некротизированные ткани, вскрывали ниши карманы. Далее орошали раневую поверхность 3%-ным раствором перекиси водорода, обсушивали ватно-марлевым тампоном. Наносили испытуемые препараты и накладывали марлевую повязку с интервалом 2–3 дня. Лечебный эффект действия препаратов сравнивали с контрольной группой животных, раны которых обрабатывали общепринятыми средствами.

Антимикробную активность разрабатываемых лечебных средств определяли методом серийных разведений препарата в питательной среде по методу (1999) “Методы определения чувствительности, устойчивости и толерантности микроорганизмов к антибиотикам и химиотерапевтическим препаратам”. В качестве тест-микробов использовали референтные штаммы и полевые изоляты, выделенные от больных некробактериозом животных. Антибактериальную активность препаратов выражали в минимальной ингибирующей концентрации (МИК) в мкг/мл.

Изучение токсичности мази некрогель выполняли согласно “Методическим указаниям по определению токсических свойств препаратов, применяемых в ветеринарии и животноводстве” (, , 1988). Расчет LD50 осуществляли при помощи статистического метода (“Элементы количественной оценки фармакологического эффекта” , 1963). Испытание на стерильность некрогеля определяли методом мембранной фильтрации (“Государственная фармакопея СССР”, XI издание, 1989).

Для постановки клинических экспериментов опытные и контрольные группы животных формировали по принципу аналогов. В контрольных группах животных лечили традиционными лекарственными средствами в соответствии с действующими наставлениями.

Производственное испытание разрабатываемых препаратов проводили в неблагополучных хозяйствах Новосибирской области, Алтайского края, в Республиках Татарстан и Хакасия, в Таймырском автономном округе. Животных в опытных группах лечили испытуемыми лечебными средствами согласно разработанных нами наставлений по их применению, контрольных – традиционными препаратами (присыпка Плахотина, Островского, мазь Вишневского, левотетрасульфин). В течение 30 дней с начала лечения учитывали количество выздоровевших животных и сроки их выздоровления. Лечебную эффективность препаратов оценивали по количеству выздоровевших животных и продолжительности их лечения.

Экономическую эффективность комплексной системы мероприятий по оздоровлению от некробактериоза животных и применения препарата некрогель в неблагополучных хозяйствах определяли по “Методике определения экономической эффективности ветеринарных мероприятий”, утвержденной начальником Департамента ветеринарии Минсельхозпрода России 21 февраля 1997 г.

Статистическую обработку экспериментальных данных проводили методами математической статистики (, , 1975, , 1980, , 1990). Степень достоверности полученных показателей определяли путем сравнения величин вариационных рядов с помощью критерия Стьюдента.

Для испытания вакцин было использовано 4240 голов крупного рогатого скота. Неспецифические мероприятия по оздоровлению от некробактериоза применяли на поголовье 9520 животных.

Препараты для лечения испытаны на 17350 головах крупного рогатого скота, 421 северном олене.

При проведении работы использовано около 560 белых нелинейных мышей с массой г, 25 кроликов с массой тела 2,0-2,5 кг, 15 морских свинок с массой г, 16 белых нелинейных крыс с массой г.

2.2 Результаты исследований

2.2.1 Обоснование необходимости совершенствования системы контроля эпизоотического процесса некробактериоза крупного рогатого скота в связи с многообразием форм его проявления

Некробактериоз сельскохозяйственных животных в большинстве случаев научными работниками и практическими ветеринарными специалистами ассоциируется с гнойно-некротическими поражениями в области дистального отдела конечностей. Однако с интенсификацией животноводства, связанной с концентрацией животных, введением силосно-концентратного типа кормления и высокой механизацией производственных процессов, стали регистрировать поражения некробактериозной этиологии и других органов. Так, в США у крупного рогатого скота, убиваемого на мясо, в среднем у 12-32% животных регистрируют абсцессы печени (D. R. Brink et al., 1990), при этом в отдельных группах они могут варьировать от 1 до 95% (T. G. Nagaraja, M. M. Chengappa, 1998).

Принимая во внимание, что возбудитель некробактериоза является постоянным обитателем рубца жвачных, S. Narayanan et al. в 1997 г. подтвердили генетическую однотипность изолятов Fusobacterium necrophorum, выделенных из абсцессов печени и пораженного эпителия рубца, а T. G. Nagaraja et al. (1999) доказал, что снижение концентрации Fusobacterium necrophorum в содержимом рубца способствует уменьшению инцидентности абсцессов в печени.

Этому также способствует увеличение доли грубых кормов в рационе (R. A. Zinn, A. Plascencia, 1996), о чем, на основании своих исследований, убедительно показали T. G. Nagaraja, M. M Chengappa (1998), заключив, что наибольшая инцидентность абсцессов печени регистрируется в откормочных хозяйствах с преобладанием высококонцентратного типа кормления.

Наши исследования также показали, что в животноводческих хозяйствах Сибири достаточно широко распространена патология печени в виде абсцессов. Так, по данным ветеринарно-санитарной экспертизы животных, убиваемых на Новосибирском мясокомбинате, абсцессы печени установлены в 25,4% хозяйств, поставлявших скот, с инцидентностью от 2,1 до 35,2% животных, достигая в отдельных случаях 40-80%.

Таким образом, в настоящее время считается, что основными факторами, способствующими возникновению абсцессов печени, являются всевозможные нарушения кормления животных, в том числе несбалансированность рационов по количеству и типу кормов. Объясняется это тем, что стенка рубца, подверженная высокой кислотности из-за несбалансированного кормления и действия инородных предметов, становится восприимчивой к вторжению и колонизации возбудителя, который, обладая адгезивными свойствами по отношению к эпителию рубца, через кровь попадает в печень.

По нашим многолетним наблюдениям, в Сибири у крупного рогатого скота в основном поражается кожа конечностей в области мякишей, межкопытцевого свода и венчика. В то же время зарубежные исследователи из США, Великобритании, Италии поражения мягких тканей дистального отдела конечностей подразделяют на четыре формы клинического проявления (D. G. Baggot, 1978, R. W. Blowey, 1994, S. L. Berry, 1997, С. Bergsten, 1999).

Тем не менее, мы наблюдали несколько форм клинического проявления некробактериоза. Некоторые из них ранее не отмечены (поражения сосков вымени, фрагментов кожи в области рудиментарных копытцев).

В ЗАО “Авангард” Усть-Таркского района Новосибирской области инфекционным заболеванием было поражено 350 дойных коров, или 70% стада. Болезнь протекала в летний период (июль – август). В этот период часто шли дожди.

Клинические признаки болезни – поражение кожи в области рудиментарных копытцев задних конечностей. Пораженные участки имели форму полосок размером 2,5–3,0´1,0–2,0 см. В начальной стадии развития заболевания отмечали отечность, гиперемию кожи, болезненность при пальпации, хромоту, повышение местной температуры. Во второй стадии заболевания образовывалась рана в виде язвы. Поверхность раны покрыта фибринозно-гнойным экссудатом, на ней были участки некроза. Раневая поверхность была сухой; корочки фибринозного экссудата отторгались на 3–4-й день, образуя язву.