В контрольной группе животных на месте инъекции физиологического раствора воспаления не обнаружено, все мыши остались живыми.
Таким образом, по данным реакции гемагглютинации и изучения вирулентных свойств культур F. necrophorum наиболее патогенной для мышей оказалась культура “ИВ”. Культура F. necrophorum “ИВ” выделена из пораженной конечности коровы. Летальная доза (LD50) Fusobacterium necrophorum “ИВ” для мышей составила 9,77 млн. микробных клеток (9,77 · 107м. к.). На основании проведенных исследований для приготовления антигена отобрана культура Fusobacterium necrophorum “ИВ”, которая принята на депонирование Научно-исследовательским институтом Коллекции культур микроорганизмов (НИИ ККМ) Государственного научного центра вирусологии и биотехнологии “Вектор”.
Принятая культура Fusobacterium necrophorum “ИВ” в НИИ ККМ получила регистрационный номер: B-845 (справка № 000 от 01.01.01 г.), и определяется нами как штамм Fusobacterium necrophorum ИВ B-845.
Методика приготовления антигена и постановки реакции агглютинации выглядит в следующем виде.
2.2.3.1.2 Методика приготовления антигена F. necrophorum и техника
постановки РА
Культуру выращивали двое суток на среде Китта-Тароцци, затем для получения большого количества бактериальной массы Fusobacterium necrophorum ее пересевали на специальную среду аминокровин-сывороточный бульон (АКСБ). Бактериальные клетки освобождали от среды путем центрифугирования при 3000 об/мин в течение 20 мин, промывали физиологическим раствором. Для предотвращения самоагглютинации АГ осадок клеток Fusobacterium necrophorum ресуспендировали в фосфатном буфере рН 7,6 до концентрации 10 млрд. микробных клеток в 1 мл по оптическому стандарту. Исследуемые пробы сыворотки крови животных также разводили в фосфатном буфере.
Антиген инактивировали 0,4%-ым раствором формалина. Стерильность антигена определяли путем посева на среды Китта-Тароцци, МПА, МПБ.
Основные этапы постановки реакции агглютинации следующие: 1. Готовили основное разведение каждой испытуемой сыворотки крови; 2. Готовили рабочие разведения каждой пробы сыворотки; 3. На следующем этапе работы во все пробирки с разведенными сыворотками вносили антиген. Для контроля антигена с целью исключения самоагглютинации в 1 мл фосфатного буфера добавляли 0,1 мл антигена. Штатив с пробирками помещали в термостат при температуре 37°С на 15-18 часов, а затем выдерживали при комнатной температуре 2-3 часа, после чего учитывали реакцию агглютинации визуально и оценивали ее в крестах.
Показатели агглютинации в пробирках на четыре, три или два креста характеризуются как положительная реакция. Последнее разведение сыворотки, в котором наблюдается агглютинация с оценками на два, три или четыре креста, считали ее титром.
2.2.3.2 Изготовление и апробация вакцины ГОА ИЭВСиДВ
2.2.3.2.1 Определение иммунизирующей дозы вакцины.
На основании лабораторных исследований нами разработан регламент изготовления вакцины на основе штамма Fusobacterium necrophorum ИВ B-845, стимулятора резистентности и адъюванта гидроокиси алюминия. Для определения иммунизирующей дозы вакцины сформировали семь групп животных: шесть опытных и одна контрольная, в каждой группе было по 4 коровы. Коровам опытных групп № 1, 3, 5 вакцину вводили однократно, а № 2, 4, 6 дважды с интервалом три недели. Доза вакцины для животных групп № 1 и 2 – 1 мл, № 2 и 4 - 3 мл, № 5 и 6 - 5 мл. Животные 7-ой группы (контроль) не были вакцинированы. Титры антител в пробах сыворотки крови животных определяли при помощи разработанной нами реакции агглютинации (табл. 3).
Таким образом, на основании результатов этих исследований в качестве иммунизирующей взята доза вакцины 3 мл, как более экономичная и достаточно иммуногенная.
Таблица 3 – Титры антител сыворотки крови коров, иммунизированных разными дозами вакцины
Группа, кратность введения | Доза вак-цины | Титры антител (lg) | |||||
перед опытом | через 14 дней | через1,5 мес. | через 3 мес. | через 5мес. | через | ||
I/1 | 1 мл | 2,3±0,05 | 2,45±0,04 | 2,5±0,05 | 2,5±0,05 | 2,3±0,03 | 2,3±0,04 |
II/2 | 1 мл | 2,3±0,06 | 2,5±0,07 | 3,0±0,03* | 2,6±0,08** | 2,45±0,05 | 2,3±0,02 |
III/1 | 3 мл | 2,3±0,04 | 3,0±0,05* | 3,0±0,04* | 2,8±0,04* | 2,5±0,07 | 2,3±0,02 |
IV/2 | 3 мл | 2,3±0,04 | 3,0±0,05* | 4,2±0,03* | 3,5±0,04* | 3,0±0,05* | 2,4±0,06 |
V/1 | 5 мл | 2,4±0,07 | 3,0±0,06* | 3,0±0,05* | 2,9±0,07* | 2,5±0,04 | 2,3±0,08 |
VI/2 | 5 мл | 2,2±0,04 | 3,1±0,04* | 4,3±0,05* | 3,6±0,04* | 3,0±0,06* | 2,4±0,09 |
VII (Контроль) | 2,3±0,04 | 2,3±0,07 | 2,2±0,05 | 2,3±0,06 | 2,2±0,08 | 2,3±0,04 |
Примечание: достоверный уровень значимости по отношению к контролю
и перед опытом *- Р<0,01, - ** Р<0,05
2.2.3.2.2 Испытание вакцины в неблагополучных по
некробактериозу хозяйствах
Испытание профилактической эффективности вакцины ГОА ИЭВСиДВ провели в трех неблагополучные хозяйства Новосибирской области: хозяйство №1, хозяйство №2 и хозяйство №3 (табл. 4). Данные хозяйства неблагополучны по некробактериозу от 6 до 10 лет.
По данным таблицы 4, в исследуемых хозяйствах среднегодовой удой на 1 фуражную корову колебался от 2750 кг до 6кг. В структуре рациона удельный вес сена составлял от 7,5 до 17,9%, сочных кормов (силос +сенаж) - от 37,3 до 83,3%, концентратов - от 6,7 от 17,9%, дробины - от 0 до 37,3%.
Таблица 4 - Зоотехнические и эпизоотические показатели в неблагополучных по некробактериозу хозяйствах и результаты применения вакцины ГОА ИЭВСиДВ
№ п/п | Показатель | Хозяйство №1 | Хозяйство №2 | Хозяйство №3 |
1 | Поголовье коров, гол. | 560 | 750 | 200 |
2 | Удой на 1 фуражную корову, кг | 6 | 2750 | 2800 |
3 | Структура рациона кормления живот- ных до проведения мероприятий, % | |||
- сено | 7,5 | 17,9 | 10,0 | |
- силос +сенаж | 37,3 | 71,4 | 83,3 | |
- концентраты | 17,9 | 10,7 | 6,7 | |
- дробина | 37,3 | 0 | 0 | |
4 | Тип кормления | К** | П*** | П*** |
5 | Дефицит компонентов рациона к норме, %: | |||
- вит. Д, | 62,86 | 69,0 | 73,4 | |
- каротин, | 7,66 | Норма | Норма | |
- сахар, | 59,89 | 64,0 | 67,47 | |
- сырая клетчатка, | Норма | 17,5 | Норма | |
- фосфор, | 14,25 | 36,2 | 47,62 | |
- кальций, | 6,2 | 23,0 | 9 | |
- сера, | 9,0 | 22,27 | 28,64 | |
- йод, | 69,24 | 65,0 | 67,35 | |
- кобальт, | 15,3 | 40,68 | 57,63 | |
- цинк, | 31,98 | 38,46 | 47,7 | |
- медь, | Норма | Норма | 30,9 | |
6 | Сахаропротеиновое отношение | 0,31 | 0,28 | 0,31 |
7 | Абсцессы печени, % | 6,52 | - | - |
8 | Биохимические показатели сыворотки крови коров: | |||
- щелочной резерв, (норма 46-66 Об% СО2) | 36,7±1,7 | 45,8±1,24 | 32,4±1,2 | |
- кальций общий, (норма 2,5-3,13 ммоль/л) | 2,39±0,04 | 2,46±0,03 | 2,2±0,04 | |
- фосфор неорганический, (норма 1,45-1,94 ммоль/л) | 1,6±0,04 | 1,49±0,05 | 1,3±0,05 | |
- каротин, (норма 0,4-2,8 мг%) | 0,13±0,02 | 0,16±0,01 | 0,34±0,03 | |
- общий белок, (норма 72-86 г/л) | 87,0±1,5 | 75,0±1,2 | 73,4±1,8 | |
9 | Заболеваемость по хозяйству, % | 8- 10 | 16-17 | 8-11 |
10 | Количество животных (опыт/контроль) | 100/100 | 160/120 | 60/60 |
11 | Среднемесячная заболеваемость (M±m), опыт/контроль, (%) | 3,7±0,9 * 9,2±0,74 | 8,47±0,47 * 14,32±0,9 | 4,43±1,2 * 8,6±0,67 |
12 | Продолжительность опыта, мес. | 10 | 12 | 6 |
13 | КСИ****, % | 59,78 | 41,1 | 48,49 |
Примечание: * – достоверный уровень значимости по отношению к контролю, Р<0,01, К** - концентратный, П*** - полуконцентратный, КСИ**** - коэффициент снижения интенсивности проявления эпизоотического процесса
|
Из за большого объема этот материал размещен на нескольких страницах:
1 2 3 4 5 6 7 |
