Методические указания по биотестированию природных и сточных вод (стр. 1 )

"Утверждаю"

Министр охраны окружающей среды

и природных ресурсов РТ

от 01.01.01 г.

Методические указания
по биотестированию природных и сточных вод

Разработаны: ЦСИАК Министерства охраны окружающей среды и природных ресурсов РТ; ЛХБИ ИОФХ КНЦ РАН; ЛЭБ КГУ.

Исполнители: , к. б.н. (ЛХБИ), (ЦСИАК), , к. б.н. (ЦСИАК), , к. б.н. (ЛЭБ), , к. ф-м. н. (ЦСИАК).

Вводимое в 1997 году в Российской Федерации постановление по взиманию платы за сброс возвратных вод с учетом их токсичности, необходимость интенсификации работы биологических очистных сооружений требуют освоения и внедрения методов биотестирования в практику контроля за качеством сточных и природных вод.

Методические указания составлены с учетом практического опыта биотестирования и предназначены для сотрудников региональных инспекций Минприроды РТ и ведомственных лабораторий, контролирующих качество природных и сточных вод, работу биологических очистных сооружений и включают: методы определения острого токсического действия вод при кратковременном биотестировании на ракообразных (Daphnia magna, Ceriodaphnia affinis), инфузориях (Раrаmеcium cuadatum); методы определения острого и хронического токсического действия вод на водорослях (Scenedesmus quadricauda).

Содержание

Введение

1. Общие положения

2. Биотестирование на ракообразных

2.1. Принципы культивирования рачков Daphnia magna Straus и Ceriodaphnia affinis Lilljeborg

2.2. Культивирование хлореллы (корм для рачков)

2.3. Определение устойчивости Daphnia magna Straus к бихромату калия

2.4. Определение устойчивости Ceriodaphnia Affinis к бихромату калия

2.5. Определение токсичности сточной (природной) воды на Daphnia magna

2.6. Определение токсичности сточной (природной) воды на Ceriodaphnia Affinis

3. Биотестирование с использованием водоросли Scenetesmus Quadricauda

3.1. Общие принципы культивирования микроводорослей

3.2. Среда Успенского N 1

3.3. Оценка результатов опыта по определению устойчивости культуры к бихромату калия

3.4. Биотестирование сточной (природной) воды на водоросли Scedesmus Quadricauda

4. Биотестирование на инфузориях

4.1. Принцип методики

4.2. Тестовый организм

4.3. Выделение и культивирование

4.4. Материалы и оборудование

4.5. Отбор и подготовка проб для биотестирования

4.6. Проведение биотестирования

4.7. Обработка и выражение результатов

4.8. Метрологические характеристики

Литература

Введение

Создание системы экологического мониторинга, необходимость которого обусловлена неблагоприятными изменениями в биосфере под действием синтетических соединений, позволяет не только оценивать спектр токсического действия загрязняющих веществ на различные группы организмов, но и моделировать их воздействие на экосистемы в целом.

Несовершенство существующих подходов к экологической оценке различных объектов, основанных на трудоемком и длительном химико-аналитическом определении концентраций отдельных групп и индивидуальных веществ, требует использования интегральных оценочных показателей, которые с максимальной надежностью могут оперативно охарактеризовать экологическую опасность комплекса загрязнителей. Таким интегральным показателем является токсичность. Необходимостью получения достоверных данных о токсичности, адекватных реальной ситуации, объясняется возросший интерес к биологическим тест-объектам. Этот выбор определяется тем, что гидробионты являются, во-первых, характерными представителями биоценозов водоемов и активных илов, во-вторых, используются в качестве индикаторных организмов при оценке состояния искусственных и природных экосистем.

1. Общие положения

Методические указания по биотестированию воды разработаны с целью обеспечения специалистов лабораторий системы Министерства охраны окружающей среды и природных ресурсов РТ, а также отраслевых лабораторий, контролирующих качество природных и сточных вод, работу биологических очистных сооружений пособием для оценки токсичности вод методами биотестирования.

В соответствии с п.5.7 и положением N 1 Правил охраны поверхностных вод (1991 г.) биотестирование является обязательным элементом системы оценки и контроля качества воды [1, 2].

Данные указания включают: методики определения острого токсического действия вод при кратковременном биотестировании на ракообразных, водорослях и инфузориях; метод определения хронического токсического действия вод на водорослях.

2. Биотестирование на ракообразных

Методика предназначена для определения острой токсичности природной и сточной воды, сбрасываемой в водоемы.

2.1. Принципы культивирования рачков Daphnia magna Straus и
Ceriodaphnia affinis Lilljeborg

Период созревания Daphnia magna до вымета молоди при оптимальной температуре и хорошем питании занимает 5-10 суток. Продолжительность жизни 110-150 суток, при температурах свыше 25°С она может сокращаться до 25 суток.

При оптимальных условиях содержания партеногенетические поколения следуют одно за другим каждые 3-4 суток. У молодых дафний число яиц в кладке 10-15, затем оно возрастает до 30-40 и более, снижаясь до 3-8 и до 0 за 2-3 суток до смерти.

Культуру дафний выращивают в термостатируемом при 18-22°С люминостате (освещенность 400-600 люкс, продолжительность светового дня 12-14 часов). Опыты по биотестированию вод желательно проводить в том же люминостате.

Для культивирования дафний используют "биологизированную" аквариумную воду со следующими параметрами: рН 7-8 (граничные значения рН от 6 до 9), жесткость общая 3-4 мг-экв/л, соотношение Ca/Mg 4:1, концентрация растворенного кислорода не менее 6-7 мг/л (граничное значение 2 мг/л).

Культуру дафний содержат в стеклянных емкостях объемом 1-5 литров, оптимальная плотность взрослых рачков 100-150 особей на 1 литр. Скорость созревания маточной культуры сильно зависит от ее исходной плотности. Наилучшие условия создаются при суточном вылове 20-30% народившейся молоди.

Каждые 7-20 суток культуру дафний обновляют в обязательном порядке. Для этого отбирают 20 половозрелых самок (яйца в выводковой камере) и помещают в индивидуальные сосуды, заполненные водой из расчета 10-100 мл на одну особь. Выметанную самками одновозрастную молодь изымают из сосудов, часть используют для биотестирования, а оставшуюся продолжают культивировать.

Кормом для дафний служат зеленые водоросли (хлорелла или сценедесмус) и хлебопекарные дрожжи. Суспензию водорослей периодически вносят в среду для культивирования дафний в количестве, дающем светло-зеленое окрашивание. Допустимый размер клетки водоросли для кормления взрослых рачков 40-50 мкм.

В природе ведущее значение в питании рачков имеют бактерии, поэтому 1-2 раза в неделю дафний нужно подкармливать дрожжевым кормом: 1 г свежих дрожжей (или 0,3 г сухих) залить 100 мл дистиллированной воды, после набухания перемешать и отстоять 30 минут, кормить надосадочной жидкостью из расчета 3 мл на 1 л воды. Оптимальной является концентрация бактерий не менее 1 млн./1 куб. см воды. Если численность бактерий падает до 200 тыс./1 куб. см и ниже наступление половой зрелости задерживается и в пределе становится невозможной. Избыток бактерий - более 3-5 млн./1 куб. см - также вреден.

Фильтрация пищи рачками идет непрерывно. При этом они не способны отсортировывать съедобные частицы от несъедобных. Поэтому взмучивание ила на дне сосуда с дафниями недопустимо (ил забивает фильтрационный аппарат рачков и они гибнут). Другим неблагоприятным моментом в культивировании рачков является чрезмерное накопление сброшенных панцирей (карапаксов), возникающее из-за чрезмерной численности рачков, что ведет к полному исчезновению культуры.

Поскольку пол партеногенетического яйца определяется всего за 15 минут до его выхода из половой системы самки, то любое кратковременное отклонение от нормальных условий жизни может изменить процесс партеногенетического размножения рачков. Если в этот момент рачки испытывают неблагоприятное воздействие, из их яиц выводятся самцы, неудобные для биотестирования.

Для получения исходного материала для биотестирования 30-40 самок с выводковыми камерами, полными яиц или зародышей, за 1 сутки до биотестирования пересаживают в емкости объемом 0,5-2 л. После появления молоди их отделяют от взрослых особей с помощью капроновых сит с разным диаметром пор.

Принципы культивирования цериодафний аналогичны описанным для дафний. Следует помнить, что цериодафнии более требовательны к содержанию кислорода в воде (не менее 5 мг/л), оптимальная температура культивирования 23-27°С. Период созревания рачков от рождения до момента вымета молоди короче, чем у дафний - от 4 до 5 суток. Вымет молоди происходит ежесуточно или 1 раз в двое суток: первый помет - 2-6 особей. Максимальное количество молоди получают от 7-20-дневных самок - до 10 особей. Раз в сутки цериодафний кормят суспензией дрожжей (5 мл суспензии на 1 л воды), раз в неделю - суспензией водорослей (хлорелла или сценедесмус) [3, 4].

Для получения одновозрастных цериодафний из основной культуры отлавливают 20 половозрелых самок и помещают их по одной в отдельные сосуды емкостью 15 мл.

Критерием токсичности при биотестировании на рачках является гибель 50% и более особей за период 96 часов (дафнии) или 48 часов (цериодафнии) в тестируемой воде по сравнению с контролем [2, 4].

При биотестировании важно учитывать следующие моменты [5]:

- Молодь рачков в 4-5 раз более чувствительна к действию токсикантов, чем взрослые особи.

- Кормление рачков во время острого опыта уменьшает токсичность примерно в 4 раза.

- В мягкой воде токсичность веществ повышается. Ионы магния обычно уменьшают токсичность солей, ионы кальция - снижают токсичность.

- Присутствие комплексообразующих веществ (гуминовые кислоты, аминокислоты и т. п.) увеличивает накопление токсикантов, но снижает их токсичность.

- Дефицит кислорода в воде ускоряет накопление токсических веществ в водной среде.

- Солнечный свет увеличивает токсичность в основном за счет возрастания количества свободных радикалов.

2.2. Культивирование хлореллы (корм для рачков)

Приготовить маточные водные растворы:

KN03 - 25%, КН2РО4 - 12,5%, MgSO4 - 12,2%, FeSO4 х 7H2O - 1%.